Zytologische Fixierung und histochemische Nachweise

Zytologische Fixierungsmittel

Die Lösung zur zytologischen Fixierung in Ether und Alkohol 96 % zu gleichen Teilen gerät aufgrund der gefährlichen Eigenschaften des 96%igen Äthers zunehmend in Vergessenheit. Das am häufigsten verwendete Verfahren ist die Vorbereitung in einem Bad für ein Minimum von 10 bis 15 Minuten. Andere Alkohole wie 100 % Methanol, 80 % Propanol und 80 % Isopropanol werden ebenfalls genutzt. Citospray wird verwendet, um Proben zu fixieren, die durch Exfoliation gewonnen wurden.

Zytologische Probenarten im Labor

Ein Zytologielabor kann verschiedene Probenarten erhalten, die durch die Pathologische Anatomie (AP) erreicht werden. Diese können durch erzwungenes Peeling (Exfoliation) mittels Reiben oder Kratzen mit verschiedenen Instrumenten gewonnen werden. Dies wird auf der Haut und an von außen zugänglichen Organen angewendet. Zytologische Proben können auch durch spontan abgeschilferte Elemente in Flüssigkeiten (Urin, Sputum) oder durch endoskopische Untersuchungen gewonnen werden. Eine weitere Methode ist die Feinnadelpunktion (FNA) von Läsionen in Organen ohne direkten Zugang, bei denen keine spontane Sekretion vorliegt.

Besondere Verfahren für Sputum- und Urinproben

Das Verfahren für eine Urinprobe im AP-Service sieht vor, die Probe in einer Flasche zu versenden und vor 12 Uhr mit 50 % Alkohol zur Fixierung der Suspension zu versetzen. Die Zellen werden in der Cytospin für 10 Minuten bei 1500 U/min zentrifugiert. Nach dem Abgießen der überstehenden Flüssigkeit erfolgen die Homogenisierung, Ausstreichung und Fixierung mit Alkohol 96 % oder Citospray.

Die PAS-Reaktion zum Nachweis von Kohlenhydraten

Die PAS-Reaktion (Perjodsäure-Schiff-Reaktion) nutzt HIO₄ zur Oxidationsreaktion von Aldehyden, wobei durch die Bindung mit dem Schiff-Reagenz eine magentarote Färbung entsteht.

• PAS-positiv: Einfache Polysaccharide (Leber), neutrale Mukopolysaccharide (Magen-Darm, bakterielle Kapseln), Mukoproteine (Lunge, Schilddrüse), Glykoproteine, Glykolipide (ZNS) und Pigmente (Ceroid, Lipofuszin).
• PAS-negativ: Saure Mukopolysaccharide.

Amylase-Test und Blockierungstechniken

Amylasen katalysieren die Hydrolyse der glykosidischen Bindungen von Stärke und Glykogen. Hierbei unterscheidet man: Glykogen (PAS+ / PASA-), neutrale Mukopolysaccharide und Glykoproteine (PAS+ / PASA+). Techniken zur Identifizierung funktioneller Gruppen basieren auf der Negativität der PAS-Reaktion nach einer Acetylierung der 1,2-Glykol-Gruppen. Zudem wird die Existenz präexistenter Aldehydgruppen geprüft, um falsch-positive Ergebnisse zu vermeiden. In diesem Fall wird ein nicht-oxidiertes Kontrollgewebe verglichen.

Kationische Farbstoffe für saure Kohlenhydrate

Hierbei kommen verschiedene Methoden zum Einsatz:

• Alcianblau: In Kombination mit der PAS-Methode werden saure GAG (blau) und neutrale Glykoproteine (magenta) unterschieden.
• Toluidinblau: Nutzt die Metachromasie der sauren Chromotop-Gruppen (rot), während der Rest des Gewebes blau bleibt.
• Spicer-Diamine-Methode: Ein reaktives Oxidationsmittel mit Eisen(III)-chlorid (FeCl₃) färbt sulfatierte GAG allein oder unterscheidet in Kombination mit Alcianblau neutrale von sauren GAG.
• Kolloidale Eisen-Methode: Die Säuregruppen des Gewebes binden Fe³⁺, was später durch die Berliner-Blau-Reaktion nachgewiesen wird.

Die Methenamin-Silber-Technik

Bei dieser Technik reduzieren Carbonylreste, die aus der Oxidation von Kohlenhydraten stammen, Silbersalze. Dies führt zu einem metallischen Silberniederschlag an den Strukturen der Basalmembran (MB). Diese positive Färbung korreliert häufig mit PAS-positiven Glykoproteinen.